作者：林毅勇 邵福源
关键词：低氧预适应；脑缺氧；脑保护
摘要 预先反复短暂低氧预适应可使脑组织产生低氧适应，可使其在后续的长时间缺氧中得到保护。脑低氧预适应是脑抗缺血或缺氧的一种内源性保护现象。目前对脑低氧预适应的机制尚未最后阐明，文章对脑低氧预适应现象及其可能机制的研究进展进行了综述。
低氧预适应(hypoxic preconditioning)是指1次或多次短暂、非致死性低氧刺激后，机体获得的对更严重甚至致死性缺血或缺氧的耐受性。预适应是机体抗缺氧或缺血的一种内源性保护现象，它不仅存在于多种动物的心脏，而且也存在于肝、肾和脑等多种组织、器官和细胞中[1，2]。目前关于脑低氧预适应现象及其机制的报道较少，深入研究脑低氧预适应机制并探讨其临床应用价值，对治疗脑血管病很有意义。
1脑低氧预适应现象
1986年Schurr等[3]就发现大鼠海马脑片低氧5min后，其诱发电活动在随后长期低氧作用后仍能恢复，而对照组则不能。
Rising等[4]事先给小鼠经90、120和150s3次低氧(4.5%O2)预处理后，在致死量低氧作用下的存活时间由对照的(108±4)s延长到(403±42)s。
Vannucci等[5]在37℃下低氧(8%O2)预处理出生6d的大鼠2.5h，24h后结扎单侧颈总动脉并且低氧(8%O2)处理2.5h，在出生第30天经神经病理分析发现，低氧预适应组的14只大鼠中仅6只出现囊状梗死，而未预适应组的13只大鼠都出现了梗死。
2脑低氧预适应的可能机制
2.1低氧诱导因子-1
低氧诱导因子-1(hypoxia-inducible factor-1，HIF-1)是一种随着细胞内氧浓度变化而调节基因表达的转录激活因子，是由氧调节亚单位HIF-1α和结构亚单位HIF-1β组成的异二聚体，具有DNA结合活性。HIF-1对低氧诱导基因，如促红细胞生成素、糖酵解酶和血管内皮生长因子等的活化起关键作用。
Bergeron等[6]通过对新生大鼠脑低氧(8%O2)预处理3h发现，低氧预处理可明显提高HIF-1α和HIF-1β的表达水平。大鼠腹腔内注射HIF-1诱导剂氯化钴(CoCl2，60mg/kg)和去铁铵(desferrioxamine，DFX，200mg/kg)后1~3h，HIF-1α和HIF-1β蛋白水平都升高。大鼠经CoCl2和DFX预处理24h后缺血缺氧可分别较对照组发挥75%和56%的脑保护作用。原代培养大鼠皮质神经元剥夺糖氧30、60、90和120min后，HIF-1DNA结合活性增高，而预先剥夺糖氧60min，48h后再剥夺糖氧90min，HIF-1的结合活性反而降低[7]。以上这些研究表明，HIF-1参与了脑低氧预适应的形成。
2.2一氧化氮
一氧化氮(NO)参与血管舒缩的调节、免疫功能的调制和神经信息的传递，是一种重要的信使物质。NO是由L-精氨酸经一氧化氮合酶(NOS)催化生成的。NOS同工酶分为神经元型NOS(nNOS)、诱导型NOS(iNOS)和内皮细胞型NOS(eNOS)3种，其中nNOS和eNOS的活性受钙离子调节，合称为结构型NOS(constitutive NOS，cNOS)。
Gidday等[8]低氧(8%O2)预处理新生6d大鼠3h发现，这种处理可完全抵抗24h后的缺血缺氧性损害。如在新生6d大鼠脑低氧预处理前0.5h腹腔注射非选择性NOS抑制剂左旋硝基精氨酸(2mg/kg)，给药后0.5~3.5h即可使cNOS 的活性抑制67%~81%，完全阻断了低氧预适应的保护作用。
但是，如果低氧预处理(本身可降低cNOS 活性58%~81%)前腹腔内注射选择性nNOS抑制剂7-硝基吲唑(40mg/kg)，则不能影响低氧预适应引起的脑保护作用，这与给予iNOS抑制剂氨基胍(400mg/kg)的结果相一致。以上结果表明，NO对低氧耐受的诱导起重要作用。但是，有学者对nNOS和iNOS是否参与了低氧预适应却提出了质疑，认为只有eNOS产生的NO介导了预适应的保护效应。
2.3腺苷
腺苷是一种在缺血缺氧时高能磷酸盐分解产生的内源性复合物。腺苷A1受体激动剂可以缩小梗死体积，减慢缺血早期的能量代谢，并有利于缺氧预适应后突触功能的恢复[9]，而腺苷受体拮抗剂则可以阻止预适应的形成。
Zhang等[10]分别采用酶学方法和放射性配体结合方法分析了昆明小鼠腺苷含量和腺苷A1受体，发现经4次低氧预处理组海马腺苷含量明显高于正常对照组和只用1次低氧预处理组，而腺苷A1受体密度低于正常对照组，与仅用1次低氧预处理组的相同；4次低氧预处理组海马、脑桥、延髓等脑区腺苷A1受体的亲和力高于正常对照组，表明低氧预处理可以阻止一些脑区内的腺苷A1受体密度的进一步下降，使腺苷A1受体的亲和力升高。上述结果提示，低氧预适应可使海马腺苷浓度升高，并通过A1受体发挥神经保护作用。
2.4兴奋性氨基酸
中枢神经系统内含有大量兴奋性氨基酸(EAA)，几乎所有的神经元都含有谷氨酸受体，药理学上把谷氨酸受体分为NMDA受体、AMPA受体、红藻氨酸受体、代谢型谷氨酸受体和L-AP4受体等5型，前3种都是谷氨酸门控的阳离子通道(离子型受体)，后2种受体合称非NMDA受体。任何引起EAA浓度异常增高的病理变化都会引起兴奋毒性。EAA与低氧预适应是否有关尚待进一步研究证实。
Nakata等[11]用微透析测定方法表明，低氧预处理并不改变脑内包括EAA在内的任何氨基酸含量，从而认为预处理导致的低氧耐受与EAA无关。
Xie等[12]用小鼠研究外源离子型NMDA受体激动剂天门冬氨酸和抑制剂氯氨酮对低氧预适应的效应，并用高效液相色谱法测定低氧预处理时小鼠整个大脑和不同脑区内源性EAA(天门冬氨酸和谷氨酸)浓度的变化，结果发现，天门冬氨酸和氯氨酮分别显著地缩短和延长了小鼠的标准耐受时间；缺氧1次后EAA的浓度升高，而4次缺氧后预适应EAA浓度保持不变，甚至下降。这表明离子型NMDA受体的激活不利于低氧预适应的形成，而抑制其受体则有利于低氧预适应的形成；EAA的降解或失活对小鼠低氧耐受的形成可能有益。
2.5肿瘤坏死因子-α和神经酰胺
神经鞘磷脂的代谢产物神经酰胺(ceramide)是肿瘤坏死因子-α(TNF-α)介导的众多效应中的第二信使。Liu等[13]对培养大鼠皮质神经元的研究发现，低氧预处理有保护作用，这种保护作用可被TNF-α预处理所替代，TNF-α中和抗体可削弱此保护作用。低氧预适应和TNF-α预处理可使细胞内神经酰胺水平升高2~3倍，与耐受状态一致。烟曲霉毒素B1是一种神经酰胺合酶抑制剂，可减轻神经酰胺的上调。如在缺氧损伤前将C2-神经酰胺加入培养基中可模拟低氧预适应的效应。上述结果表明，低氧预适应是通过TNF-α触发而合成神经酰胺所介导的。
Chen等[14]在结扎出生7d大鼠右侧颈总动脉的同时低氧(8%)预处理2h，30min后心室内注射C2-神经酰胺(150mg/kg)，5d后测定梗死体积，发现C2-神经酰胺可使缺血缺氧引起的大脑损伤(梗死体积)较对照组缩小45%~65%，且Bcl-2和Bcl-xl水平升高，TUNEL阳性细胞数明显减少，表明神经酰胺对未成熟大鼠大脑有神经保护作用。因此认为，神经酰胺参与了低氧预适应的形成。
2.6自由基及其清除系统
自由基是具有未配对电子的原子或原子团。脑缺血缺氧时，活性氧产生过多，自由基生成，细胞膜磷脂受其攻击导致脂质过氧化，细胞膜流动性降低、通透性增高，线粒体肿胀，溶酶体受损并释放等一系列变化。
Duan等[15]比较自由基清除系统的变化发现，与未预处理组相比，仅低氧处理1次组整个脑区的超氧化物歧化酶(SOD)和谷胱甘肽过氧化物酶的活性明显降低，而海马脂质过氧化物的浓度明显升高。但是经低氧处理4次后，它们的水平趋向于恢复至正常对照组水平，提示氧自由基和它们的特异清除酶参与了低氧耐受形成。
Rauca等[16]对成年雄性Wistar大鼠作低氧预处理(9%O2，91%N2)1h发现，可阻止戊四氮的致痫作用，而用自由基清除剂PBN能阻止这种低氧预适应的保护作用。Garnier等[17]事先用低氧(4%O2)处理沙土鼠后恢复常氧48h或7d，发现海马MnSOD有渐进而持续的表达。
以上研究表明，自由基及其内源性清除酶系统参与了低氧预适应的形成和发展。
2.7其他机制
预适应可以降低细胞能量代谢。有实验表明，抑制线粒体复合物Ⅰ、Ⅱ可以形成预适应，并可试用于提高机体的缺氧耐受能力[18]。
低氧预适应引起的神经保护作用可以被放线菌酮(一种蛋白合成抑制剂)和放线菌素D(一种RNA合成抑制剂)所抑制，表明在低氧预适应中有新的基因表达产物形成[19]。
热休克蛋白(HSP)是应激反应蛋白家族中的一员，Wada等[20]用高温(41℃)预处理15min和低氧(8%)预处理新生大鼠3h，24h后予缺血处理，发现高温和低氧预处理后都不检测到HSP72，只是缺氧缺血损害本身可诱导背侧纹状体、丘脑(轻度)和海马HSP72的表达，因此认为HSP72似与耐受无关。
Garnier等[17]也发现，沙土鼠低氧预处理后海马未见HSP72表达。星形细胞则参与细胞间液中K+代谢的调节和利用，维持神经元生存微环境的稳定，分泌神经营养因子，如神经生长因子，从而参与了预适应保护机制。Garnier等[17]用免疫组化和免疫印迹法检测胶质纤维酸性蛋白，并用免疫组化检测isolectin B4的表达，结果表明沙土鼠低氧处理与小胶质细胞激活无关，而星形细胞却明显被激活。
3脑低氧预适应的应用前景
虽然脑低氧预适应的机制尚不十分清楚，但是预适应的效应提示脑组织具有自身保护机制。如能对脑低氧预适应过程中产生的某些物质进行分离、纯化，试用于卒中和其他缺血缺氧性疾病的治疗中，也许将提高脑神经元等组织对缺血缺氧的耐受性，延长治疗时间窗，减轻后遗症，并为脑损伤等疾病的防治提供新的选择。
参 考 文 献
1Webster KA,Discher DJ,Bishopric NH.Cardioprotection in an in vitro model of hypoxic preconditioning.J Mol Cell Cardiol,1995,27(1):453-458.
2Heurteaux C,Lauritzen I,Widmann C,et al.Essential role of adenosine,adenosine A1receptors,and ATP-sensitive K+channels in cerebral ischemic preconditioning.Proc Natl Acad Sci USA,1995,92(10):4666-4670.
3Schurr A,Reid KH,Tseng MT,et al.Adaptation of adult brain tissueto anoxia and hypoxia in vitro.Brain Res,1986,374(2):244-248.
4Rising CL,D’Alecy LG.Hypoxia-induced increases in hypoxic tolerance
augmented by β-hydroxybutyrate in mice.Stroke,1989,20(9):1219-1225.
5Vannucci RC,Towfighi J,Vannucci SJ.Hypoxic preconditioning and hypoxic-ischemic brain damage in the immature rat:pathologic and metabolic correlates.J Neurochem,1998,71(3):1215-1220.
6Bergeron M,Gidday J M,Yu AY,et al.Role of hypoxia-inducible factor-1in hypoxia-induced ischemic tolerance in neonatal rat brain.Ann Neurol,2000,48(3):285-296.
7Ruscher K,Isaev N,Trendelenburg G,et al.Induction of hypoxia inducible factor1by oxygen glucose deprivation is attenuated by hypoxic preconditioning in rat cultured neurons.Neurosci Lett,1998,254(2):117-120.
8Gidday JM,Shah AR,Maceren RG,et al.Nitric oxide mediates cerebral ischemic tolerance in a neonatal rat model of hypoxic preconditioning.J Cereb Blood Flow Metab,1999,19(3):331-340.
9Perez Pinzon MA,Mumford PL,Rosenthal M,et al.Anoxic preconditioning in hippocampal slices:role of adenosine.Neuroscience,1996,75(3):687-694.
10Zhang WL,Lu GW.Changes of adenosine and its A(1)receptor in hypoxic preconditioning.Biol Signals Recept,1999,8(4-5):275-280.
11Nakata N,Kato H,Kogure K.Ischemic tolerance and extracellular a mino acid concentrations in gerbil hippocampus measured by intracerebral microdialysis.Brain Res Bul,1994,35(3):247-251.
12Xie J,Lu G,Hou Y.Role of excitatory amino acids in hypoxic precon ditioning.Biol Signals Recept,1999,8(4-5):267-274.
13Liu J,Ginis I,Spatz M,et al.Hypoxic preconditioning protects cul tured neurons against hypoxic stress via TNF-α and ceramide.Am J Physiol Cell Physiol,2000,278(1):C144-C153.
14Chen Y,Ginis I,Hallenbeck JM.The protective effect of ceramide in immature rat brain hypoxia-ischemia involves up-regulation of bcl-2and reduction of TUNEL-positive cells.J Cereb Blood Flow Metab,2001,21(1):34-40.
15Duan C,Yan F,Song X,et al.Changes of superoxide dismutase,gluta thione perioxidase and lipid peroxides in the brain of mice preconditioned by hypoxia.Biol Signals Recept,1999,8(4-5):256-260.
16Rauca C,Zerbe R,Jantze H,et al.The importance of free hydroxyl radicals to hypoxia preconditioning.Brain Res,2000,868(1):147-149.
17Garnier P,Demougeot C,Bertrand N,et al.Stress response to hypoxia in gerbil brain:HO-1and MnSOD expression and glial activation.Brain Res,2001,893(1-2):301-309.
18Riepe MW,Ludolph AC.Chemical preconditioning:a cytoprotective strategy.Mol Cell Biochem,1997,(1-2):249-54.
19Gage AT,Stanton PK.Hypoxia triggers neuroprotective alterations in hippocampal gene expression via a heme-containing sensor.Brain Res,1996,719(1-2):172-178.
20Wada T,Kondoh T,Tamaki N.Ischemic“cross”tolerance in hypoxic ischemia of immature rat brain.Brain Res,1999,847(2):299-307.相关性
